[摘要]黄连与乌头分别是寒凉药与温热药的代表，该研究的目的是观察黄连与乌头对lewis肺癌细胞的分化作用，比较寒凉药与温热药对肿瘤进展的影响。该研究制备黄连与乌头大鼠含药血清，体外培养lewis肺癌细胞，观察黄连与乌头含药血清对肿瘤细胞分化、增殖、黏附、琥珀酸脱氢酶活性及细胞间连接通讯的影响。建立小鼠lewis肺癌皮下移植及转移肿瘤模型，采用每日2次、连续4周给小鼠灌胃给药黄连与乌头水煎液治疗，检测小鼠体温、血氧饱和度、红细胞ATP酶活性、血流变、瘤内缺氧状态、毛细血管通透性及细胞间连接通讯，综合评价黄连与乌头对肿瘤进展的影响。结果发现乌头含药血清诱导lewis肺癌细胞分化，抑制细胞增殖和黏附，促进细胞琥珀酸脱氢酶活性及细胞间连接通讯。黄连含药血清虽也抑制细胞增殖，但无诱导细胞分化作用，且促进细胞黏附，抑制细胞琥珀酸脱氢酶活性及细胞间连接通讯。乌头水煎液能维持荷瘤小鼠体温、血氧饱和度、红细胞ATP酶活性和血流变，改善瘤内缺氧状态、毛细血管通透性及细胞间连接通讯，阻止肿瘤生长和转移。黄连水煎液虽也有一定阻止肿瘤生长作用，但降低小鼠体温、血氧饱和度、红细胞ATP酶活性、血流变和细胞间连接通讯，增加瘤内缺氧状态和毛细血管通透性，促进肿瘤转移。这些结果提示温热药可诱导肿瘤肿瘤细胞分化，阻止瘤毒内陷，比寒凉药更有利于肿瘤治疗。
[关键词]黄连；乌头；肺癌；细胞分化
肺癌是世界上最为常见的恶性肿瘤之一，患者的5年生存率仅为 15% 左右，局部复发和远处转移是肺癌患者死亡的主要原因[1]。长期以来人们一直认为， 肿瘤细胞一旦生成就永远是肿瘤细胞。 随着肿瘤细胞可以在某些物质作用下重新向正常细胞方向演变的发现（包括形态功能基因表达及生物学特性诸多标志均与正常细胞接近、甚至完全逆转为正常细胞），诱导恶性肿瘤细胞向正常或近正常的细胞方向分化逆转成为治疗恶性肿瘤的一种新方法[2]。
中药在防治肿瘤方面有很大的优势，诱导肿瘤细胞分化是中药治疗肿瘤发展的一个新领域[3]。中药诱导肿瘤细胞分化有别于直接杀灭肿瘤细胞的疗法， 对机体正常细胞的负影响较小， 并在毒副作用等问题上优于传统中药。由于药理学研究在很多清热解毒药物中发现了抗癌有效成分，现代中医界在治疗癌症方面形成了重寒凉药而轻温阳药的习惯， 常于处方中投以大队清热解毒、消肿散结之品[4]， 这与黄帝内经将类似于恶性肿瘤的病因责之于寒的认识相违背[5]， 以致造成用药上的偏差， 直接影响了临床疗效。为证实寒凉药与温热药在肿瘤治疗方面的孰是孰非，本研究选择了有抗癌成分的寒凉药黄连和温热药乌头，通过其体内外对小鼠lewis肺癌分化的影响评价寒凉药与温热药对肿瘤治疗的正确与否。
1材料
1.1药品与试剂 黄连和乌头购自开封市天济堂药店，经河南大学药学院中药鉴定学丛悦教授鉴定，黄连为毛茛科植物黄连Coptis chinensis Franch的干燥根茎；乌头为毛茛科植物乌头Aconitum carmichaelii Debx干燥母根的炮制加工品。黄连和乌头水煎液制备：称取药材300 g，加10倍量水煎煮3次，每次40 min，合并3次煎煮液，反复离心除药渣取上清液，低温浓缩成黄连0.3 g·mL-1，乌头0.2 g·mL-1，-20 ℃储存备用。PMI1640培养基，美国Gibco-BRL；MTT和Matrigel， 美国Sigma公司； 胎牛血清，杭州四季青生物工程材料研究所；荧光黄（LY），上海三浦化工有限公司；粘蛋白MUC1和间隙连接蛋白CX43兔抗鼠多克隆抗体，武汉博士德生物工程有限公司；免疫组化试剂盒（Histostain-Plus），上海麦约尔生物科技有限公司；琥珀酸脱氢酶活性比色法试剂盒，ATP 酶测试试剂盒，蛋白定量试剂盒，购自南京建成生物公司；小鼠低氧诱导因子1α（HIF-1α）ELISA试剂盒，上海武昊经贸有限公司提供。
1.2动物与细胞 C57BL/6小鼠，SPF级，雌性，体重（20±2） g，购自北京维通利华试验动物有限公司，实验动物许可证号SCXK（京）20090002。Wistar大鼠，雌性，体重（250±30） g，购自河南省医学实验动物中心，实验动物许可证号SCXK（ 豫） 2010-0001。动物饲养于河南大学实验动物中心，自由饮食及饮水。
小鼠lewis肺癌细胞（LLC），购于上海细胞研究所，本实验室传代保存， 生长于含10%胎牛血清的RPMI1640完全培养基中。
1.3仪器 UV-2000型紫外-可见光分光光度计，上海尤尼柯仪器有限公司；LGR16-W型高速冷冻离心机，北京京立离心机有限公司；800型酶标仪，Bio-Tek；XDS-500D型倒置荧光显微镜，上海蔡康光学仪器有限公司；NDJ-8S型数显旋转式黏度仪，上海平轩科学仪器有限公司；TSAH-100型近红外局部组织血氧饱和度监测仪，合肥安恒光电有限公司。
2方法
2.1含药血清制备方法 将大鼠随机分为黄连组、乌头组和生理盐水对照组，每组10只。 按2010年版《中国药典》成人（60 kg）最高日剂量（黄连，每日5 g；制乌头，每日3 g）生药约10倍给大鼠灌胃（黄连灌胃日剂量6 g·kg-1，乌头灌胃日剂量4 g·kg-1），每次给药10 μL·g-1体重 （黄连0.3 g·mL-1、乌头0.2 g·mL-1），每日2次，连续5 d，生理盐水对照组给以同剂量的生理盐水。 末次灌胃前禁食12 h，灌胃后1 h，颈动脉采血，静置2 h，3 000 r·min-1离心15 min，分离血清，经56 ℃，30 min灭活处理后，用0.45 μm微孔滤膜过滤除菌，置-20 ℃ 保存备用。
2.2细胞增殖检测 将对数生长期的LLC细胞以5 ×104·mL-1接种于96 孔板，每孔100 μL，每组设6个平行孔。细胞于含10%胎牛血清的RPMI1640培养基中5% CO2 37 ℃培养24 h后，添加含不同浓度含药血清（0，1/5，1/10，1/20，1/40）的同一培养基每孔100 μL，继续培养48 h。吸弃培养基，每孔加含MTT 0.5 g·L-1的PBS （pH 6.8） 100 μL，培养4 h后，弃上清液，每孔加入二甲基亚砜100 μL，振摇5 min，用酶标仪570 nm测定各孔吸光度（A） 。细胞增殖率= A实验组/ A对照组×100%。
2.3细胞分化检测 取对数生长期的LLC细胞，以2×105·mL-1接种于培养瓶，每瓶3 mL，细胞于含10% 胎牛血清的RPMI1640培养基中5% CO2 37 ℃培养24 h后，添加含不同浓度含药血清（0，1/5，1/10，1/20）的同一培养基每瓶3 mL，继续培养48 h，消化细胞，加抗粘蛋白MUC1多克隆抗体孵育1 h，吸取多于抗体后加入FITC标记IgG孵育30 min，洗去多于抗体后流式细胞仪检测细胞阳性率。
2.4细胞琥珀酸脱氢酶（SDH）活性检测 细胞培养与含药血清处理同细胞分化检测。消化收集细胞后双蒸馏水裂解细胞，蛋白定量后按试剂盒说明检测细胞SDH活性，原理是人工电子受体染料二氯靛酚钠接受来自还原型黄素腺嘌呤二核苷酸的电子而被还原，在波长600 nm处的吸光度变化可以反映琥珀酸脱氢酶的活性。
2.5细胞黏附检测 取对数生长期的LLC细胞，以2 ×105·mL-1接种于培养瓶，每瓶3 mL，细胞于含10%胎牛血清的RPMI1640培养基中5% CO2，37 ℃培养24 h后，添加含不同浓度含药血清（0，1/5，1/10，1/20）的同一培养基每瓶3 mL，继续培养48 h，消化细胞，制备预处理细胞悬液5×105·mL-1。将96 孔培养板覆以Matrigel（10 g·L-1）10 μL，胶干后，每孔加入预处理的细胞悬液100 μL，每组设6个平行孔，37 ℃孵育1 h 后弃掉培养基和未黏附的细胞，每孔加含MTT（0.5 g·L-1）的无血清RPMI1640培养液100 μL。继续作用4 h后弃上清，每孔加入100 μL DMSO； 振摇5 min，用酶标仪570 nm测定各孔吸光度。细胞黏附率=A试验组/A对照组×100%。
2.6细胞间隙连接通讯功能检测 取对数生长期的LLC细胞，以2 ×105·mL-1接种于6孔板，每孔2 mL，细胞于含10% 胎牛血清的RPMI1640培养基中5% CO2，37 ℃培养24 h后，添加含不同浓度含药血清（0，1/5，1/10，1/20）的同一培养基每孔2 mL，每组设6个平行孔，继续培养48 h。以预温至37 ℃的PBS冲洗细胞3 次后，加入预温的0.05%荧光黄（LY）PBS染料每孔2 mL，用锋利的手术刀片轻划细胞层，标记3 min，吸出LY，PBS冲洗细胞2次后，用甲醇-醋酸（3∶1）固定细胞，显微镜下观察荧光传递情况。每孔平行划痕3次，每孔随机观察10 个点，根据荧光在细胞中的传输层数计分：0分，荧光局限于划痕边缘的单层细胞；1分，2～3层细胞有荧光；2分，3～4 层细胞有荧光；3分，5 层以上细胞有荧光。
2.7LLC小鼠皮下移植模型 取生长良好的Lewis肺癌荷瘤小鼠2只处死，剥离瘤组织，用冷的无菌生理盐水研磨制备瘤细胞悬液，调细胞数5×106·mL-1，以每只小鼠0.2 mL接种于C57BL/6小鼠前肢右腋皮下。将90只肿瘤接种小鼠随即分成6组，每组15只，分别为：模型组，阿霉素组，黄连水煎液高、低剂量组和乌头水煎液高、低剂量组。另设10只正常小鼠平行饲养。肿瘤接种后次日给药，对照组灌胃0.5%CMC-Na 每10 g体重0.2 mL，每日2次；阿霉素组尾静脉注射给药5 mg·kg-1，每周1次；黄连水煎液高、低剂量组分别灌胃 5，2 g·kg-1，每日2次；乌头水煎液高、低剂量组分别灌胃 3，1 g·kg-1，每日2次，治疗时间为3周，治疗期间每日监测小鼠体重1 次，第2周开始每周用数显游标卡尺测肿瘤直径2次。第22天，用小鼠自主活动仪检测小鼠自主活动，局部组织血氧饱和度监测仪检测心脏和瘤内血氧饱和度。之后每组取6～8只小鼠，摘眼球法采血，肝素抗凝，检测红细胞ATP酶活性和血流变，处死小鼠，剥离肿瘤，称重，部分瘤组织用4%多聚甲醛PBS溶液固定用于免疫组化检测，部分瘤组织用双蒸馏水制备组织匀浆，离心取上清蛋白定量后按ELISA试剂盒说明检测HIF-1α。每组剩余小鼠尾静脉注射2% 伊文思蓝20 mg·kg-1，30 min后处死小鼠，剥离取出肿瘤，称重，之后剪碎瘤组织置玻璃匀浆器中按瘤重（g）∶生理盐水（mL）1∶9研磨制成瘤组织匀浆，以100 mg瘤组织加2 mL甲酰胺的比例混合，37 ℃水浴24 h，离心取上清，蒸馏水作空白对照620 nm下测吸光度，通过标准曲线以单位组织中染料提取量来反应肿瘤毛细血管通透性。肿瘤体积（mm3 ） = 肿瘤长度×肿瘤宽度×肿瘤宽度×1/2。肿瘤抑瘤率=（1-治疗组平均瘤重T/对照组平均瘤重）×100%。
2.8LLC肺癌小鼠实验性肺癌转移模型 取生长良好的Lewis肺癌荷瘤小鼠1只处死，剥离瘤组织，用冷的无菌生理盐水研磨制备瘤细胞悬液，0.01 mol·L-1 Tris-0.83% NH4Cl溶液裂解红细胞后调细胞数5×105·mL-1，以每只0.2 mL iv建立实验性肺癌转移模型。将90只模型小鼠随即分成6组，每组15只，分别为模型组，阿霉素组，黄连水煎液高、低剂量组和乌头水煎液高、低剂量组。另设10只正常小鼠平行饲养。给药治疗方式同皮下移植模型。第28 天，用小鼠自主活动仪检测小鼠自主活动，局部组织血氧饱和度监测仪检测心脏和肺脏血氧饱和度。之后每组取6～8只小鼠，摘眼球法采血，肝素抗凝，检测红细胞ATP酶活性和血流变，处死小鼠，取出肺脏，计数肺脏表面瘤结节数，之后部分肺组织用4%多聚甲醛PBS溶液固定用于免疫组化检测，部分肺组织用双蒸馏水制备组织匀浆，离心取上清蛋白定量后按ELISA试剂盒说明检测HIF-1α。每组剩余小鼠尾静脉注射2%伊文思蓝20 mg·kg-1，30 min后处死小鼠，剥离取出全肺组织，计数小鼠肺表面瘤结节数，之后剪碎肺组织置玻璃匀浆器中按肺重（g）∶生理盐水（mL） 1∶9研磨制成肺组织匀浆，以100 mg肺组织加2 mL甲酰胺的比例混合，37 ℃水浴24 h，离心取上清，蒸馏水作空白对照620 nm下测吸光度，通过标准曲线以单位组织中染料提取量来反应肺毛细血管通透性。
2.9CX43免疫组化检测 将贴附于防脱载玻片上的肺组织石蜡切片经常规脱蜡和水化后于3%H2O2溶液中室温孵育10 min消除内源性过氧化物酶的活性；将切片放入柠檬酸缓冲液微波煮沸5 min×2次修复抗原；5%BSA室温封闭20 min，倾去多余液体，滴加1∶50稀释的CX43兔抗鼠多克隆抗体，4 ℃过夜；PBS洗3次后生物素化羊抗兔IgG，37 ℃孵育20 min；PBS冲洗3次后滴加SABC，37 ℃孵育20 min；PBS冲洗3次后DAB显色剂显色，苏木素轻度复染核，封片后在光镜下观察。采用半定量方法表达结果，切片的染色强度记分：0分，染色为阴性；1分，染色为弱阳性（浅黄棕色）；2分，染色为阳性（黄棕色）； 3分，染色为强阳性（深黄棕色）。
2.10统计方法 采用SPSS16.0软件包分析，计量实验数据以±s表示，组间比较采用t检验；生存时间采用Kaplan-Meier存活分析， P<0.05表示有显著性差异。
3结果
3.1含药血清对lewis肺癌细胞功能和生物学特性的影响 乌头含药血清抑制细胞增殖和黏附，促进细胞琥珀酸脱氢酶活性（表1）。黄连含药血清虽也抑制细胞增殖，促进细胞黏附，抑制细胞琥珀酸脱氢酶活性（表1）。粘蛋白MUC1作为肺癌细胞的分化标志，随着肺癌细胞分化表型趋于成熟其表达逐渐下降[6]。与未处理的细胞比较，乌头含药血清明显降低lewis肺癌细胞粘蛋白MUC1阳性比率和平均荧光值，显示强诱导细胞分化作用（图1）。乌头含药血清也明显促进细胞间连接通讯（图2）。黄连含药血清无诱导细胞分化作用（图1），减少细胞间连接通讯（图2）。
3.2药物水煎液对LLC小鼠皮下移植肿瘤的影响 与正常小鼠比较，LLC皮下移植肿瘤小鼠平均体温偏低，心脏血氧饱和度和红细胞ATP酶活性活性降低，血液黏度增加，自主活动减少。乌头水煎液能维持荷瘤小鼠体温、血氧饱和度、红细胞ATP酶活性和血流变，黄连水煎液降低小鼠体温、血氧饱和度、红细胞ATP酶活性，但增加血液黏度（表2）。以瘤组织HIF-1α含量代表瘤内缺氧程度[7]，以毛细血管通透性代表瘤内血管的完整性[8]，以细胞间蛋白CX43免疫组化染色代表细胞间连接通讯[9]，与模型小鼠比较，乌头水煎液明显改善瘤内缺氧和毛细血管通性（表3），增加瘤内血氧饱和度和细胞间连接通讯（图3），阻止肿瘤生长。黄连水煎液虽也有一定阻止肿瘤生长作用，增加瘤内缺氧状态和毛细血管通透性（表3），减少瘤内血氧饱和度和细胞间连接通讯（图3）。另外，从外观看，乌头水煎液治疗组小鼠毛色光亮，无死亡现象，而黄连水煎液治疗组小鼠毛色枯松无光，检测时已有4只死亡。
3.3药物水煎液对LLC小鼠实验性肺癌转移的影响 结果与药物水煎液对LLC小鼠皮下移植肿瘤的影响相似。 以组织HIF-1α含量代表组织缺氧程度，以毛细血管通透性代表组织血管的完整性，以细胞间蛋白CX43免疫组化染色代表细胞间连接通讯，与模型小鼠比较，乌头水煎液明显改善瘤内缺氧和毛细血管通性（表4），增加肺组织血氧饱和度和细胞间连接通讯（图3），阻止肿瘤生长。黄连水煎液增加肺组织缺氧状态和毛细血管通透性（表4），减少肺组织血氧饱和度和细胞间连接通讯（图3），增加肺转移（表4）。另外，从外观看，同样乌头水煎液治疗组小鼠毛色光亮，无死亡现象，而黄连水煎液治疗组小鼠毛色枯松无光，检测时已有5只死亡。
4讨论
研究表明肿瘤细胞的分化程度与肿瘤的恶性呈正相关，大多数恶性肿瘤处于低分化或去分化状态，具有被诱导分化的潜能，这是肿瘤细胞诱导分化治疗的基础[10]。现代医学根据肿瘤症状表现将其归属于中医的“瘕、积聚、痰核、 痈疮肿毒”等范畴。从病因病机分析，癌症的发病与外科疮疡病理变化“初起成形，中期扩散，后期正气耗损”的发展过程相似，因此，癌症治疗可以按照外科疮疡辨治理论进行[11]。癌症只有中期以后的表现症状较为明显，病情大多处于正邪相争剧烈阶段，出现癌毒越来越盛，正气受到损伤，癌瘤毒邪有扩散之势。传统中医对疮疡的治疗根据“阳毒易愈，阴毒难疗”基本原则采用“消、托、补”促使疮疡透阴转阳以易化疮疡治疗[12]。目前中医界以很多清热解毒中存在抗癌成分为依据伍用大量清热解毒药治疗肿瘤和转移，同时认为肿瘤为热毒所致而忽略寒凝之因[13]。这无疑存在冰伏瘤毒、诱导毒邪内陷的危险，导致肿瘤中药治疗失误，严重影响中药肿瘤治疗效果。在本研究中，虽然黄连和乌头体内外均有抑制肿瘤生长作用，乌头有诱导肿瘤肿瘤细胞分化的透阴转阳作用，比黄连透阳转阴更有利于肿瘤治疗。
肿瘤微环境是肿瘤细胞生长侵袭和转移的重要场所[14]。细胞分化的观察指标是一个综合性指标，包括外部表现、增殖功能和侵袭转移生物学行为3个方面[15]。在本研究中，黄连和乌头含药血清均能抑制lewis肺癌细胞增殖，乌头含药血清可诱导lewis肺癌细胞分化，抑制细胞迁移，促进细胞琥珀酸脱氢酶活性及细胞间连接通讯，从而创造透阴转阳易化肿瘤治疗的微环境；黄连含药血清无诱导细胞分化作用，且促进细胞迁移，抑制细胞琥珀酸脱氢酶活性及细胞间连接通讯，产生加重瘤毒内陷的微环境。在荷瘤小鼠中，同样的现象被发现。在整体动物实验结束时，黄连水煎液治疗组自主活动比模型组明显减少，小鼠体温、血氧饱和度、红细胞ATP酶活性、血流变和细胞间连接通讯也明显偏低，肿瘤转移增加，有近1/3的动物死亡。乌头水煎液治疗组小鼠体温、血氧饱和度、红细胞ATP酶活性和血流变均与正常正常相似，瘤内氧状态、毛细血管完整性及细胞间连接通讯优于模型组，肿瘤转移性降低，无动物死亡现象。
综上所述，以病人整体为本，辨证施治是中医治疗癌症的总原则，但治疗原则的正确与否决定治疗效果。本研究证实，温热药可诱导肿瘤肿瘤细胞分化，阻止瘤毒内陷，比寒凉药更有利于肿瘤治疗。
[参考文献]
[1] Jemal A，Bray F， Center M M， et al. Global cancer statistics[J]. Cancer J Clin，2011，61（2）：69.
[2] 陈树言. 肿瘤的发生与转化[J].中国煤炭工业医学杂志，2013，16（9）：1566.
[3] 刘晓，温瑞兴.中药抗肿瘤作用的研究进展[J].现代生物医学进展，2011，11（24）：4978.
[4] 刘彬，章永红.论温阳散寒法治疗肿瘤之类[J]. 辽宁中医药大学学报，2010，12（5）：137.
[5] 潘琦虹，刘端勇，张国杰，等.《黄帝内经》诠释肿瘤的相关要点分析[J]. 中医研究，2012，25（1）：1.
[6] Woenckhaus M， Merk J， Stoehr R， et al. Prognostic value of FHIT， CTNNB1， and MUC1 expression in non-small cell[J]. Hum Pathol，2008，39（1）：126.
[7] Ahluwalia A， Tarnawski A S. Critical role of hypoxia sensor——HIF-1α in VEGF gene activation： implications for angiogenesis and tissue injury healing[J].Curr Med Chem， 2012， 19：90.
[8] Ana J，Molinari A J， Romina F， et al. Blood vessel normalization in the hamster oral cancer model for experimental cancer therapy studies[J]. Anticancer Res，2012，32（7）：2703.
[9] Lim M C， Maubach G， Zhuo L.TGF-β1 down-regulates connexin 43 expression and gap junction intercellular communication in rat hepatic stellate cells[J]. Eur J Cell Bio， 2009， 88（12）：719.
[10] 刘晓，温瑞兴.中药抗肿瘤作用的研究进展[J].现代生物医学进展， 2011，11 （24）：4978.
[11] 赵远红.恶性肿瘤温药和之解析[J].新中医，2008，40（7）：100.
[12] 沈丹，牟重临.癌症从外科疮疡论治探讨[J].浙江中医杂志，2009， 44（12）：859.
[13] 朱京红，霍介格.温热药抗肿瘤机制研究进展[J].现代中西医结合杂志，2012，21（12）：1364.
[14] Albini A， Magnani E， Noonan D M. The tumor microenvironment： biology of a complex cellular and tissue society[J]. J Nucl Med Mol Imaging， 2010， 54（3）：244.
[15] 阮晶晶， 陈飞虎， 徐佼， 等. 4-氨基-2-三氟甲基苯基维甲酸酯对K562细胞分化和细胞周期的影响[J]. 中国药理学通报，2009， 25 （ 9 ） ： 1238.
Comparative study of Coptidis Rhizoma and Aconiti Kusnezoffii Radix on
cell differentiation in lewis lung cancer
ZHAO Bei， HOU Xi-dong， LI Hong， QI Xiao-xiao， LI Gang-gang， LIU Lin-xin， WANG Pei， DU Gang-jun*
（Intitute of Pharmacy， Pharmaceutical College of Henan University， Kaifeng 475004， China）
[Abstract] Coptidis Rhizoma and Aconiti Kusnezoffii Radix represent hot Chinese medicine and cold Chinese medicine respectively. The purpose of this study is to observe the differentiation effect of Coptidis Rhizoma and Aconiti Kusnezoffii Radix on lewis lung cancer and compare effect of hot Chinese medicine and cold Chinese medicine on tumor progression. In this study， the rat serum containing Coptidis Rhizoma or Aconiti Kusnezoffii Radix was prepared to treat lewis lung cancer cells in vitro， and effects of the serum containing Coptidis Rhizoma or Aconiti Kusnezoffii Radix on cell differentiation， proliferation， adhesion， succinic dehydrogenase （SDH） activity and gap-junction intercellular communication （GJIC） were investigated. In vivo， the subcutaneous implant model and pulmonary metastasis model of lewis lung cancer were established. Tumor bearing mice were taken water decoction of coptis chinensis or aconite by intragastric administration bid for four weeks，and the influences of coptis chinensis and aconite on tumor progression were evaluated by body temperature， blood oxygen saturation， red cell ATPase， blood rheology， intratumor hypoxia， capillary permeability and GJIC. The results showed that the serum containing aconite could induce cell differentiation， inhibit cell proliferation and migration， promote SDH activity and GJIC in lewis lung cancer cells. The serum containing Coptidis Rhizoma increased cell adhesion and decreased SDH activity and GJIC without cell differentiation although it also suppressed cell proliferation. Aconiti Kusnezoffii Radix water decoction could keep body temperature， blood oxygen saturation， red cell ATPase and blood rheology， and improve intratumor hypoxia， capillary permeability and GJIC in tumor bearing mice， which led to slower tumor growth and less metastasis. Coptidis Rhizoma water decoction decreased body temperature， blood oxygen saturation， red cell ATPase， blood rheology and GJIC， and promoted intratumor hypoxia and capillary permeability， which resulted to more tumor metastasis although it also prevented tumor growth. These results suggested that the hot Chinese medicine could induce tumor cell differentiation and prevent tumor poison invagination， which is better for tumor treatment than cold Chinese medicine.
[Key words] Coptidis Rhizoma； Aconiti Kusnezoffii Radix； cell differentiation； tumor metastasis
doi：10.4268/cjcmm20141427
[责任编辑 陈玲]